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基本操作(仅供参考)
1.接种干细胞:取对数生长期的细胞,按照2×104cells/cm2的细胞密度接种至包被后的培养器皿中,于37℃,5% CO2培养环境下培养至融合度90-100%,弃掉上清,加入成脂诱导分化培养基诱导液(含有地塞米松、胰岛素、IBMX和吲哚美辛/罗格列酮)。
2.细胞分化诱导:于37℃,5%CO2培养环境下培养约2-3天,更换为成脂诱导分化培养基维持液(只含有胰岛素)培养1天。
3.按照以上换液频率继续诱导(一般是3个循环,约14天左右),并注意观察细胞形态变化。根据细胞诱导形成的脂滴数量和大小,决定终止细胞诱导的时间,并进行染色鉴定。
4.细胞固定:吸去培养基,使用适量1×PBS清洗一次,弃去后取适量4%中性甲醛溶液覆盖培养器皿底面,室温固定30-60min,弃去固定液再使用1×PBS清洗两次。
5.油红O染色:加入适量工作液,静置染色30min;吸走油红O染色液,用1×PBS清洗两次,并加入适量1×PBS避免细胞干燥。
6.诱导评估:显微镜下观察成脂染色效果,并进行图像采集和诱导评估;诱导成功时,脂滴会与油红O染料结合后呈现红色或橘红色。